2. 中国水产科学研究院黄海水产研究所 海水养殖生物育种与可持续产出全国重点实验室 青岛海洋科技中心海洋渔业科学与食物产出过程功能实验室 山东 青岛 266071
2. Yellow Sea Fisheries Research Institute, Chinese Academy of Fishery Sciences; State Key Laboratory of Mariculture Biobreeding and Sustainable Goods; Laboratory for Marine Fisheries Science and Food Production Processes, Qingdao Marine Science and Technology Center, Qingdao 266071, China
组蛋白有5个主要家族：H1/H5、H2A、H2B、H3和H4 (Bhasin et al, 2006)，其基因不含内含子(Birnstiel et al, 1985; Liu et al, 1989)，是真核生物中最保守的蛋白质之一(Nelson et al, 2005)。组蛋白是组成真核生物染色体的基本结构蛋白，由两分子的H2A、H2B、H3和H4形成一个组蛋白八聚体，它们与DNA结合形成称为核小体的结构单元，这种核小体结构在真核生物基因组中，每200个碱基对就出现一次(Matsumura et al, 1970; Youngson, 1990)，是染色质的主要蛋白质成分，核小体之间再由H1组蛋白连接形成染色质。
表观遗传学可以被描述为不改变DNA序列的可遗传改变，与遗传变化(影响DNA突变介导的蛋白质结构)相比，表观遗传变化影响基因表达，从而影响细胞内蛋白质产物的数量。表观遗传变化是可逆的，并且与细胞所处环境的反应有关(Handy et al, 2011; Meyer et al, 2017; Maamar et al, 2018; Xavier et al, 2019; Allis et al, 2016)。动物细胞中表现出3组表观遗传变化：DNA甲基化、组蛋白翻译后修饰和非编码RNA (ncRNA)，本文将重点关注组蛋白修饰这一过程。
组蛋白修饰是通过在核心组蛋白的尾部存在的氨基酸(最常见的是赖氨酸)上添加一个官能团形成的(Peixoto et al, 2020)。组蛋白修饰的主要作用是通过染色质凝聚和解聚来控制基因表达(Zhang et al, 2001)，也可以为各种蛋白质提供结合部位(Patel et al, 2013)。在动物中已报道的组蛋白修饰有甲基化、乙酰化、磷酸化、泛素化、SUMO化、ADP核糖化和短链赖氨酸酰化等(Peixoto et al, 2020; Jha et al, 2017; Sabari et al, 2017)。
1.2 组蛋白甲基化组蛋白甲基化是甲基转移到赖氨酸(K)的ε-氨基或精氨酸(R)残基的ω-胍基上的修饰，主要位于组蛋白H3或H4的N端。其中，赖氨酸残基能被单甲基化、二甲基化或三甲基化，而精氨酸残基只能被单甲基化或二甲基化(Chioccarelli et al, 2020)。甲基化不会改变组蛋白修饰的电荷势，主要与基因表达的激活或抑制有关(Zhang et al, 2001)。常见组蛋白甲基化修饰位点与功能见表 1 (Cell Signaling网站)。组蛋白甲基转移酶(HMTs)是组蛋白甲基化的催化剂，负责赖氨酸甲基化的HMT称为组蛋白赖氨酸甲基转移酶(HKMT)，负责精氨酸残基甲基化的HMT称为精氨酸甲基转移酶(PRMT)(Godmann et al, 2007)。大多数赖氨酸甲基转移酶的催化结构域含有SET结构域(Marmorstein, 2003; Yang et al, 2018)。然而，存在一种独特的赖氨酸甲基转移酶DOT1L(类似端粒沉默的干扰因子)，其缺乏固定的结构域，只催化核心组蛋白H3 (H3K79me)赖氨酸79残基的甲基化(Yang et al, 2018)。HMT将其底物甲基化到特定水平，同时氨基酸变化也可以改变甲基化活性。例如，粗糙脉孢菌(Neurospora crassa)组蛋白H3K9甲基转移酶突变(F281Y)后，从三甲基酶转变为单甲基酶，在人类(Homo sapiens) DIM5同源组蛋白N-赖氨酸甲基转移酶2基因(G9a)突变后(F1205Y)，从去甲基酶转变为单甲基酶(Collins et al, 2005)。在斑马鱼(Danio rerio)中，prmt5 (精氨酸甲基转移酶5)缺失后，将影响斑马鱼性腺细胞的正常迁移，最终导致性腺细胞凋亡。研究表明，prmt5在脊椎动物性腺发育过程中扮演着十分重要的角色(Zhu et al, 2019)。研究人员系统地检测了组蛋白修饰H3K4me3、H3K27ac、H3K27me3和H3K36me3在斑马鱼精子、卵子、4细胞时期、256细胞时期和穹顶期胚胎基因组内的分布特性。结果表明，精子基因组增强子上的“去记忆化(dememorization)”在受精之前就已经开始发生(Wu et al, 2018)。组蛋白去甲基化是由组蛋白去甲基酶(HDMTs)执行的(Yang et al, 2018)。已报道的部分组蛋白甲基转移酶类和组蛋白去甲基酶类见表 2 (Godmann et al, 2007; Marmorstein et al, 2003; Yang et al, 2018; Collins et al, 2005; Zhai et al, 2017)。
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表 1 常见甲基化修饰位点和功能(Cell Signaling网站) Tab.1 Common methylation modification sites and functions (Cell Signaling website) |
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表 2 组蛋白甲基转移酶类和组蛋白去甲基酶类 Tab.2 Histone methyltransferases and histone demethylases |
组蛋白乙酰化是发现最早的影响转录调控的组蛋白修饰之一，也是目前研究最多的。组蛋白乙酰化是在组蛋白乙酰转移酶(HATs)的作用下，在核心组蛋白(H2A、H2B、H3和H4) N-末端赖氨酸侧链的ε-氨基上加入乙酰基。乙酰化中和了赖氨酸残基的正电荷电势，削弱了DNA和组蛋白之间的相互作用力，导致染色质松动并激活转录活性。此外，溴结构域蛋白与乙酰基残基结合并使染色质重塑，从而参与组蛋白沉积和DNA修复(Legube et al, 2003)。常见组蛋白乙酰化修饰位点和功能见表 3 (Cell Signaling网站)。组蛋白乙酰转移酶HAT分为A型或B型。A型酶位于细胞核中，含有溴结构域，能够结合已经嵌入染色质结构中的乙酰化组蛋白。B型乙酰转移酶位于细胞质中，只能修饰新合成的组蛋白。因此，B型酶主要乙酰化细胞质中新合成的组蛋白，并且更保守(Thiagarajan et al, 2016)。组蛋白脱乙酰酶(HDAC)负责组蛋白的去乙酰化过程，根据功能和序列相似性，HDAC蛋白可分为四大类。Ⅰ类、ⅡA类和ⅡB类被视为“经典”HDAC，其活性可被曲古抑菌素A(TSA)抑制，而Ⅲ类是NAD+依赖性蛋白家族，不受TSA影响。Ⅳ类仅与其他类存在序列相似性，被视为非典型类。与HAT相比，HDAC的位点特异性较低，通常会相互产生大型复合物和额外的蛋白质(Milazzo et al, 2020)。研究表明，斑马鱼的生殖质聚集和PGC特化需要Sinhcaf介导的组蛋白去乙酰化的调控作用(Tao et al, 2022)。研究人员母源敲降斑马鱼3个关键组蛋白乙酰转移酶，这种敲降导致了胚胎乙酰化的降低并引起基因组激活的异常以及胚胎死亡(Zhang et al, 2018)。
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表 3 常见组蛋白乙酰化修饰位点和功能(Cell Signaling网站) Tab.3 Common histone acetylation modification sites and functions(Cell Signaling website) |
组蛋白磷酸化是氨基酸侧链的羟基加入磷酸基团，主要发生在组蛋白N端的丝氨酸、苏氨酸和酪氨酸上。磷酸化为组蛋白引入了额外的负电荷电势，改变了染色质的结构。磷酸基团的存在增加了转录因子和酶与DNA结合的能力，促进转录后修饰(PTMs)或参与DNA双链断裂(DSB)修复。所有组蛋白均可被磷酸化并且磷酸化位点多变，如在细胞分裂期间，H1的1~3个丝氨酸可发生磷酸化，而在有丝分裂时期，H1有3~6个丝氨酸或苏氨酸发生磷酸化，其他4个核心组蛋白的磷酸化可以发生在N末端区域的丝氨酸残基上(Chioccarelli et al, 2020)，常见组蛋白磷酸化修饰位点与功能见表 4 (Cell Signaling网站)。鱼类研究揭示了组蛋白磷酸化与精子发生、精子成熟和受精过程密切相关。虹鳟(Oncorhynchus mykiss)转铁蛋白已从精浆中分离出来，并在所有检测到的丝氨酸、苏氨酸和酪氨酸残基处均被磷酸化。此外，不同的磷酸化谱可以触发不同的精子激活机制，这表明蛋白质磷酸化在各种鱼类中具有关键的调节作用。睾丸精子磷酸化的研究不仅有助于阐明性腺分化的生物学基础，而且为鉴定水产鱼类性别控制调节的生物标志物提供了新的视角。磷酸化作为经典的组蛋白修饰在精子发生中广为报道，磷酸蛋白质组学技术被用于确定雄性不育或生殖缺陷的潜在机制。如在半滑舌鳎(Cynoglossus semilaevis)中发现RAN结合蛋白(RanBP2)存在4个磷酸化位点，并作为中心分子与多个细胞周期蛋白(Cdc5l和Cdc40)相互作用(Li et al, 2023)。在中华绒螯蟹(Eriocheir sinensis)中发现H4组蛋白磷酸化与雄蟹的繁殖能力密切相关，可作为精子成熟度的表观遗传标记(Zhang et al, 2020)。
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表 4 常见组蛋白磷酸化修饰位点与功能(Cell Signaling网站) Tab.4 Common histone phosphorylation modification sites and functions(Cell Signaling website) |
泛素是一种由76个氨基酸组成的小蛋白，组蛋白泛素化是指将泛素加入侧链赖氨酸残基的ε-氨基上，常见泛素化修饰位点与功能见表 5 (Cell Signaling网站)。泛素化过程是由3种酶共同作用的级联反应，包括泛素激活酶(E1)、泛素结合酶(E2)和泛素连接酶(E3) (Sun et al, 2021)，泛素化被去泛素化酶(DUBS)去除。有研究表明，泛素结合酶E2在克氏原螯虾(Procambarus clarkii)和大黄鱼(Larimichthys crocea)等物种的配子发生和性腺发育过程等方面都有重要的调控作用(韩坤煌等, 2017; 钱照君等, 2016)。研究发现，在半滑舌鳎中，Ubc9基因作为一种E2结合酶基因，参与了胚胎发生和性别修饰(Hu et al, 2013)。中国对虾(Penaeus chinensis)在感染WSSV后通过泛素–蛋白酶体途径(ubiquitin-proteasome pathway, UPP)对某些特殊靶蛋白进行选择性降解，影响细胞的凋亡过程(李旭鹏等, 2018)。泛素羧基端水解酶5基因(UCHL5) 与脊尾白虾(Exopalaemon carinicauda)卵巢发育有密切关系(高威等, 2022)。泛素化包括单一泛素化和多泛素化。单一泛素化主要通过改变染色质结构或为其他蛋白质复合体提供相互作用来控制基因的表达(Osley et al, 2006)，而多泛素化参与了广泛的过程，包括蛋白–蛋白相互作用、蛋白降解等。泛素化能够调节不同细胞途径中各式各样的蛋白质底物。泛素化在鱼类性别分化和精子发生中发挥着重要作用。鳗鱼(Monopterus albus)中泛素羧基末端水解酶UCH-L1 (一种去泛素酶)在性腺转化和配子发生过程中高表达，并可能发挥重要的调节作用(Sun et al, 2008)；虹鳟中组蛋白泛素化严格调控精子发生过程中鱼精蛋白的替代(Nickel et al, 1987)；在塞内加尔鳎鱼(Solea senegalensis)中发现了400多个与精子发生相关的基因，其中包括多个泛素化相关基因(Forne et al, 2011)；半滑舌鳎精子发生过程中，E3泛素连接酶基因neurl3和Cs-rchy1在雄性性腺分化与精子发育中起着重要作用(Sun et al, 2021; Xu et al, 2016)。
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表 5 常见泛素化修饰位点与功能(Cell Signaling网站) Tab.5 Common ubiquitin modification sites and functions (Cell Signaling website) |
除去以上提到的常见修饰，其他少见的修饰也存在于组蛋白尾部，如SUMO化(由类似泛素的小修饰物修饰)、巴豆化和丁酰化(S)等。然而，到目前为止，关于它们作用的文献资料很少(Cavalieri et al, 2021; Wang et al, 2019)，因此，本文只进行简要描述。已有研究表明，SUMO化发生在丝氨酸残基上，其在缺陷的精子质基上也有发生。组蛋白巴豆化是调控精子质量(活力和形态)的标志，与染色质重构和结构性异染色质有关(Talamilo et al, 2021; Metzler-Guillemain et al, 2008; Kekalainen et al, 2022; Marchiani et al, 2014; Vigodner et al, 2020)。赖氨酸巴豆化(KCR)是组蛋白赖氨酸酰化修饰之一，巴豆化主要在组蛋白赖氨酸的ε-氨基中发挥关键作用。丁酰化与雄性生殖细胞减数分裂和减数分裂后细胞中活跃的基因转录有关(Dai et al, 2014)，同时发现，其在小鼠(Mus musculus)中与精子核蛋白交换和精子头部形成密切相关(Meyer-Ficca et al, 2011、2015)。
2 组蛋白在染色质重塑和精子发生中的功能 2.1 精子发生过程中染色质重塑的动态及调控精子发生过程中存在独特的染色质重塑过程，超过90%的核心组蛋白被精巢特异性组蛋白变体取代，然后是过渡蛋白(TPS)，最后是鱼精蛋白(PRM) (Balhorn et al, 1989; Russell et al, 1990)。富含赖氨酸和半胱氨酸残基的鱼精蛋白不同于核心组蛋白，它们可以将精子基因组包装成一种独特的环状染色质结构(Luger et al, 1997)。精子染色质形成含有约50~ 100 kb DNA的环状，导致染色质结构比基于核小体的染色质浓缩5~10倍(Balhorn et al, 1989; Poccia et al, 1986)。这种结构对于DNA进入比间期体细胞核小7倍的细胞核中是至关重要的，并保护父本的基因组免受物理和化学损害。较为特殊的一个物种为斑马鱼，其精子染色体不存在鱼精蛋白–组蛋白交换过程，早期胚胎发育过程中也没有广泛的DNA去甲基化过程(Zhang et al, 2018)。
大量研究表明，广泛存在的染色质重塑是精子发生的关键步骤(Balhorn et al, 1989; Russell et al, 1990; Royo et al, 2016; Yoshida et al, 2018)。但由于这一过程本身极其复杂，且目前尚无体外实验系统对其进行研究，组蛋白向鱼精蛋白转化的分子和调控机制尚需进一步阐明。此外，染色质重构体被认为是在精子发生过程中加速染色质广泛重塑所必需的，但它们在重塑过程中的作用尚不清楚(Yamaguchi et al, 2018)。
简而言之，鱼精蛋白取代组蛋白的过程需要(Ⅰ)组蛋白翻译后修饰(PTMs)促进基于组蛋白的染色质结构的打开，特别是组蛋白超乙酰化并掺入组蛋白变体；(Ⅱ)溴结构域蛋白与乙酰基残基结合并使染色质重塑；(Ⅲ)DNA链断裂的形成和修复；以及(Ⅳ)鱼精蛋白的掺入(Rousseaux et al, 2008; Hud et al, 1993; Ward et al, 1991; Braun et al, 2001; Balhorn et al, 1977; Gatewood et al, 1990; Erkek et al, 2013; Ihara et al, 2014; Carone et al, 2014; Samans et al, 2014)。本文重点关注(Ⅰ)这一过程。
2.2 组蛋白变体取代核心组蛋白调控精子发生组蛋白变体是指连接组蛋白H1和H5及其变体，以及核心组蛋白H2A、H2B、H3和H4的变体。相比之下，组蛋白变体更容易被甲基化、乙酰化、磷酸化、SUMO化和泛素化修饰(Champroux et al, 2018; Boussouar et al, 2008)。组蛋白变体可以改变核小体和染色质结构调控基因转录。组蛋白变体不仅在S期表达，也在其他各个细胞周期表达，但其整体表达水平比较低。这些组蛋白变体具有独特的生物物理特性，一些可调节核小体结构，而另一些可与基因组的特定区域结合(Kamakaka et al, 2005)。组蛋白变体基因结构也不同于核心组蛋白基因的结构，它们含有内含子，通常合成RNA需要合成一个polyA尾巴(Old et al, 1984)。作为精子发生的重要调控手段，染色质重塑主要是通过整合精巢特异性组蛋白变体的翻译后修饰(PTMs)来发生的(Royo et al, 2016; Yoshida et al, 2018)。在特定的生殖细胞类型中检测到不同的H1/H5、H2A、H2B和H3组蛋白变体，或者精巢特异表达组蛋白变体(Greiner et al, 2004; Drabent et al, 1996; Yan et al, 2003)。然而，目前尚未检测到精巢特异的H4变体。本文主要关注H1及其变体，以及H2A、H2B和H3变体。
2.2.1 H1及其变体在5类组蛋白中，组蛋白H1的多样性最大。在哺乳动物中，已鉴定出11种H1变体，包括7种体细胞H1变体(H1.0、H1.1、H1.2、H1.3、H1.4、H1.5和H1x)和4种生殖细胞特异性H1变体(H1T、H1T2、H1LS1和H1oo)。其中，H1T、H1T2和HILS1是睾丸特异表达的H1变体。H1.1~ H1.5是体细胞中普遍表达的H1的主要类型，但它们的表达在不同的组织和细胞类型中受到严格调控。与体细胞H1相比，H1T对DNA的结合亲和力较低，对染色质的浓缩程度较小(Pan et al, 2016)。组蛋白H1T仅存在于粗线期精母细胞和早期圆形精子细胞中，占大鼠(Rattus norvegicus) H1总量的55% (Lennox et al, 1984; Doenecke et al, 1997)。缺乏H1.1或H1T的小鼠具有生育能力，并显示出正常的精子发生。与H1T不同之处是，H1T2高度富集了精氨酸残基和S/TPXK/R位点(Martianov et al, 2005)。H1T2存在于早期精子细胞的细胞核中，在圆形和细长的精子细胞中具有特殊的极性定位，且与精子细胞核顶端的染色质有关。小鼠体内H1T2的缺失严重损害了染色质凝聚和圆形精子细胞的形态转化。这些结果表明，H1T2是正常精子发生所必需的，并在染色质凝聚和确定细长精子细胞的细胞极性方面发挥关键作用。H1T2已被发现与鱼精蛋白相互作用，它的消除导致鱼精蛋白含量的减少，这表明H1T2在组蛋白到鱼精蛋白的转变中起着功能作用。H1T2和组蛋白甲基转移酶Ezh2相互作用并共存于圆形精子细胞的顶端，这可能表明在精子细胞伸长过程中，H1T2通过调节组蛋白H3K27的甲基化调控染色质重塑从而发挥作用(Tanaka et al, 2005)。H1T2和HILS1是关系最远、保守程度最低的H1变体。H1T2和HILS1的表达仅限于精子细胞。HILS1在早期和伸长的精子细胞中表达，其核定位在很大程度上与过渡蛋白和鱼精蛋白的定位重叠。HILS1比H1T2具有更高的DNA结合亲和力，这可能是晚期精子细胞染色质凝聚增加的原因(Yan et al, 2003; Tanaka et al, 2005)。
2.2.2 H2A和H2B变体H2A和H2B的一些变体已经在结构和功能分析中进行了研究，与典型的核心组蛋白相比，它们的稳定性较差。在核小体中，精巢H2A和H2B变体在与体细胞核心组蛋白相互作用时将导致核小体的不稳定。组蛋白H2A及其变体的差异主要表现在C端尾部的序列差异和其长度(Costanzi et al, 1998)。已经在哺乳动物中发现了多种睾丸特异的H2A和H2B组蛋白变体，包括TH2A、TH2B、H2AL1、H2AL2、H2AL3和H2A.B等(Wolffe et al, 1997; Bucci et al, 1982)。H2AL2在减数分裂后的伸长精子细胞中特异表达，此时，TPS也开始积累，这表明其对精子基因组组装和雄性生育是必需的，同时，H2AL2对于过渡蛋白在核小体上的装载和有效的PRM组装也起着关键作用(Govin et al, 2007; Barral et al, 2017)。H2A.B在粗线期精母细胞到圆形精子细胞中都会被表达，且H2A.B参与组蛋白–鱼精蛋白替换是通过调节H2AL2和TP1染色质的掺入和解聚。H2A.B在精子发生、转录起始、RNA剪切等过程中具有重要功能。H2A.B易形成开放的核小体结构，并破坏染色质结构，导致染色质松散。但这种开放的核小体极不稳定，难以获得高精度结构(Zhou et al, 2021; Soboleva et al, 2012)。TH2A和TH2B是2种精巢特异的H2变体，这2个基因位置相邻，共享一个启动子，表明它们可能共同发挥作用(De Lucia et al, 1994)。TH2A和TH2B可能具有调节染色质开放或总组蛋白水平的功能，以促进精子形成期间的组蛋白替代(Montellier et al, 2013)。通过生化实验，研究人员认为，TH2A和TH2B可以形成结构不稳定的核小体(Wolffe et al, 1997)。TH2A和TH2B基因敲除会导致精子发生过程中组蛋白替换缺陷(Li et al, 2005)。H2A.Z是组蛋白H2A的变体，在基因转录、DNA复制、基因组稳定性维持等过程中发挥重要作用。H2A.Z通过精确定位于基因组的特定位点来改变染色质结构并实现其功能。SWR1催化的H2A.Z替换反应可以将H2A.Z核小体精准地定位到正确的染色质区域，又称“核小体编辑”。研究发现，在酵母中SWR1的重要亚基Swc2具备特异识别并感知底物H2A核小体的能力，进而揭示了SWR1催化H2A.Z替换H2A的过程中维持反应单向性的分子机理(Dai et al, 2021)。
2.2.3 H3变体H3具有多个变体，如H3.1、H3.2、H3.3、H3T、H3.X、H3.Y、CENP-A和H3.5 (Shinagawa et al, 2015; Padavattan et al, 2015)。H3.1和H3.2复制组蛋白在S期高表达，H3.3非复制性组蛋白在S期达不到峰值。H3.3有助于形成开放的染色质构型，是染色质重组和组蛋白–鱼精蛋白替代所必需的(Yuen et al, 2014)。编码组蛋白H3.3的基因在整个细胞周期都持续表达，并能使组蛋白变体H3.3能以一种不依赖DNA复制的方式整合进入染色质，且组蛋白变体H3.3在转录、基因组稳定性和有丝分裂等过程中发挥着重要作用(Bucci et al, 1982; Sullivan et al, 1994; Xu et al, 2014)。H3.3的干扰会导致雄性不育(Ray-Gallet et al, 2011; Tagami et al, 2004; Ahmad et al, 2002; Goldberg et al, 2010)，其生殖细胞的染色质重组存在缺陷，正常的鱼精蛋白掺入也失败(Yan et al, 2003; Hodl et al, 2009)。H3T可能在组蛋白与鱼精蛋白的替代过程中发挥着开启染色质的作用，含H3T的核小体具备更为开放的构象(Tachiwana et al, 2010)。H3.5在人类睾丸中高度表达，与其他睾丸特异性组蛋白不同，H3.5主要在未成熟生殖细胞中表达，而睾丸特异性组蛋白通常在减数分裂过程中组蛋白向鱼精蛋白转化过程中表达。H3.5可能在DNA合成中发挥作用，但不参与细胞凋亡，其表达受促性腺激素调控，表明这种表观遗传调控在正常的精子发生过程中是重要的(Shiraishi et al, 2018)。体外研究揭示，H3.5具备降低核心组蛋白H4疏水作用的能力(Padavattan et al, 2017; Huynh et al, 2016)。
因此，精巢特异的组蛋白变体可能具有核小体不稳定的共同特征。综上所述，体细胞核心组蛋白被具有开放结构的组蛋白变体取代并形成不稳定的核小体，为各种组蛋白修饰以及随后的染色质重塑和DNA重组奠定了基础，其修饰的异常也往往与其密切相关。
3 组蛋白修饰对水生动物精子发生的启示：以半滑舌鳎为例水生动物尤其是许多鱼类中存在性别生长二态性，因此，在重要养殖鱼类中运用性别控制技术，培育单性苗种具有重要的经济意义。半滑舌鳎是东北亚地区的特色养殖鱼类，属于我国海水鱼体系的九大品种之一，作为雌雄生长差异最显著的鱼类之一，1龄雌鱼体重可达雄鱼的2~4倍。半滑舌鳎具有独特的精子发生现象，其伪雄鱼(基因型为ZW，但表型为雄鱼的个体)W型精子缺失，只能产生Z型精子，而Z精子由于携带父本表观遗传信息，产生的后代更容易变为伪雄鱼。显著的雌雄生长差异、特定类型配子缺失使得半滑舌鳎成为研究鱼类精子发生，继而开发新型性控技术的理想模型。
我们前期在雄鱼和伪雄鱼精巢中筛选出一系列基因，在转录本上存在差异，但蛋白序列的差异极小。而通过比较精巢磷酸化和泛素化蛋白，发现多个蛋白存在磷酸化和泛素化差异。更有趣的是，雄鱼和伪雄鱼精巢中，存在差异磷酸化和泛素化的组蛋白分别有9个和12个，但这些蛋白在翻译水平却无差异。由于半滑舌鳎精巢特异组蛋白变体国内外研究较少，表 6梳理了半滑舌鳎组蛋白及其变体(UniPort网站)。半滑舌鳎独特的精子发生现象是否暗示在“基因-mRNA-蛋白”这个经典中心法则之外，还存在翻译后修饰等其他的调控机制，导致了伪雄鱼精子发生异常？半滑舌鳎的多个组蛋白都行使怎样的功能？这些问题都需要进一步的深入探索，以此为切入点，研究翻译后修饰在精子发生的调控机制，将有助于探明特定类型精子缺失的内在因素，将不仅拓展翻译后修饰对精子发生调控机制的认知，也可为养殖鱼类高雌苗种培育提供新的解决方案。
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表 6 半滑舌鳎组蛋白及其变体(UniPort网站) Tab.6 Histone and its variants of Chinese tongue sole (UniPort website) |
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