红毛菜(Bangia fuscopurpurea)在系统分类学上隶属于红藻门(Rhodophyta)，红毛菜纲(Bangiophyceae)，红毛菜目(Bangiales)，红毛菜科(Bangiaceae)，红毛菜属(Bangia)，为全球性广泛分布的物种。红毛菜具有极高的食用、药用价值，成为继海带、紫菜之后规模化养殖的新兴经济海藻，具有很高的经济效益和社会效益。福建莆田是我国红毛菜栽培产业的主产区，主要分布在南日岛和平潭岛。

红毛菜是一种喜浪的广温性海藻，一般生活在高潮间带的岩石上，周期性的露出水面，频繁遭遇温度、盐度及光照等环境因子的波动，在自然海区退潮后能忍受烈日的暴晒、冷空气和雨水的袭击，也能适应干燥失水等变化多端的恶劣环境(汪文俊等, 2008)，必然使其体内进化出了独特的抗逆机制。在我国南方，红毛菜通常与坛紫菜(Porphyra haitanensis)生长在一起。自然海区生长的红毛菜比坛紫菜生长季节略早，在福建莆田沿海10月份就可以看到苗，盛产期在10—11月。另外，红毛菜的萌发、生长与气候、海况关系密切。在附苗期间，如遇冷空气或东北大风，红毛菜附苗密、见苗早；如遇晴阳天气，无风闷热，水温偏高的气候，附苗必然稀少，见苗迟、生长慢。寒冷的气候，流急浪大的生态环境对红毛菜单孢子的放散和生长都有利(黄春恺, 2002)。

温度是影响红毛菜生长发育的关键因素之一。研究表明，15 ℃水温及12 h光照有利于红毛菜藻体的发育(Wang et al, 2008)。当环境温度超过植物的生理阈值时会造成胁迫，高温会导致细胞结构和膜功能损伤，引发生理结构的改变和生化反应，包括色素比例和类囊体中依赖光的化学反应等变化(Fahad et al, 2017)；温度过低则会破坏细胞膜完整性和通透性(Beheshti et al, 2017)。叶绿素荧光是衡量植物光合作用的一个重要参数，可以反映植物生长情况及耐受胁迫的能力(梁洲瑞等, 2011)。在红藻门中，有关龙须菜(Gracilaria lemaneiformis)(孙雪等, 2013)、条斑紫菜(Pyropia yezoensis)(魏家慧等, 2020)和坛紫菜(张元, 2011)的温度胁迫机制的研究已有一些报道。温度胁迫主要通过影响其光合色素、抗氧化酶和植物激素等，从而调节藻体内的抗逆生理。

温度胁迫下，植物体抗氧化防御系统能够通过抑制活性氧(ROS)的生成，或缓解活性氧引起的损伤等途径来缓解生物体内的氧化胁迫(程晓鹏等, 2020)。植物抗氧化系统是其抵御ROS毒性影响的保护系统，可维持ROS稳态，并参与植物对环境胁迫的适应反应中ROS依赖的信号转导(Nadarajah, 2020)，在多种逆境胁迫中发挥重要的作用(李晓蕾等, 2017)。抗氧化系统分为酶促抗氧化系统和非酶促抗氧化系统(吴顺等, 2003)。酶促抗氧化系统主要是抗氧化酶类，如SOD、CAT、APX和GR等。它们主要通过清除·O₂^–、羟过氧化物、H₂O₂和酚类等物质，来增强植物的抗逆性(徐松华, 2021)。超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)、抗坏血酸过氧化物酶(ascorbate peroxidase, APX)、过氧化氢酶(catalase, CAT)、谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase, GR)等是植物体内重要的抗氧化酶，对维持细胞内的氧化还原平衡、抵御多种理化因子胁迫、减少ROS积累、维护膜结构完整等方面起着重要作用(杨舒贻等, 2016)。在受到高温或低温刺激时，藻体ROS含量增加，ROS积累与清除平衡遭到破坏，抗氧化酶类活性被钝化(王悠, 2003)。研究表明，红毛菜在遭受盐度胁迫时，抗氧化系统发挥了积极的作用(Wang et al, 2019)。但有关红毛菜对温度胁迫的响应机制研究尚未见报道。

近年来，随着全球气候变暖和海洋环境的恶化，我国沿海水域温度的波动对红毛菜栽培产业造成影响。开展红毛菜对不同温度的响应研究，对指导耐高温品种的选育、促进产业的可持续健康发展具有重要的意义。

实验用红毛菜于2022年11月采自福建莆田南日岛。新鲜的藻体取回后立即用海水漂洗干净并晾晒，以去除表面附生的杂藻及污泥。晾晒后的藻体置于GXZ智能型光照培养箱中暂养，暂养条件：温度15 ℃、光强40 μmol/(m²·s)、pH 8.0、光周期12 h光/12 h暗，培养液为过滤的灭菌天然海水(盐度为30)，添加2 mg/L NaNO₃-N、0.2 mg/L KH₂PO₄-P。充气培养3 d后，进行以下实验。

取生长状态良好的红毛菜藻体，设置5个温度组(5、10、15、20和25 ℃)分别在3 L灭菌海水培养基中(添加2 mg/L NaNO₃-N、0.2 mg/L KH₂PO₄-P)培养。其他培养条件与暂养条件一致，每3 d换水一次，每组3个平行。

在不同温度下培养6h、1 d、3 d、5 d后取样检测。黑暗处理15 min后，采用调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (WALZ，德国)进行光系统Ⅱ(PSⅡ)最大量子产量(maximal photochemical efficiency of PSⅡ, F_v/F_m)及快速光曲线(rapid light curve, RLC)的测定。F_v/F_m是评估光系统Ⅱ原初光能转化效率的重要参数。基于电子传递速率对光响应的机理模型和RLC实测数据，拟合光合–光响应曲线模型(Ye et al, 2013)，得到RLC潜在最大相对电子传递速率(rETR_max)。

不同温度下培养6h、5 d后，取样，立即吸干水分，用液氮速冻后保存于–80 ℃冰箱。测定指标包括H₂O₂含量、丙二醛(malondialdehyde, MDA)含量和可溶性蛋白(soluble protein, SP)含量、SOD、CAT、APX和GR的活性。以上生化指标均采用试剂盒(苏州科铭生物技术有限公司)进行检测，每个处理组设置3个生物学重复样本。SOD、CAT、APX和GR的活性单位为酶单位每毫克蛋白(U/mg prot)。

采用Excel软件对数据进行处理，使用SPSS 19.0统计软件利用单因素方差分析(one way-ANOVA)进行数据分析，显著性水平设为P < 0.05。用GraphPad Prism软件制图。

随着处理时间的延长(6 h—5 d)，5、10和15 ℃处理组的红毛菜F_v/F_m值整体呈下降趋势，20 ℃与25 ℃处理组的红毛菜F_v/F_m值整体呈先显著下降后显著上升的趋势(P < 0.05)(图 1)。20 ℃和25 ℃处理组红毛菜在1 d时F_v/F_m值降到最低(~0.2)，显著低于其他各组(P < 0.05)；20 ℃与25 ℃处理组红毛菜在5 d时F_v/F_m值显著升高，与10 ℃和15 ℃组相当(P > 0.05)，显著高于5 ℃组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 1 不同温度对红毛菜Fv/Fm的影响 Fig.1 Effect of different temperatures on Fv/Fm of B. fuscopurpurea 不同字母表示差异显著(P < 0.05)，下同。 Different letters indicate significant difference(P < 0.05), the same below.

rETR_max的总体变化趋势与F_v/F_m相似(图 2)_。随着处理时间的延长，5 ℃和10 ℃处理组rETR_max值整体呈下降趋势，20 ℃和25 ℃处理组红毛菜rETR_max值先下降、后显著性上升(P < 0.05)。在6 h、1 d和3 d时，20 ℃和25 ℃处理组红毛菜rETR_max值显著低于其他各组(P < 0.05)。但到了第5天，20 ℃和25 ℃组的rETR_max值显著上升到与15 ℃组相当的水平，显著高于5 ℃和10 ℃组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 2 不同温度对红毛菜rETRmax的影响 Fig.2 Effect of different temperatures on the maximum relative electron transport rate (rETRmax) of B. fuscopurpurea

不同温度、不同培养时间下红毛菜MDA含量变化趋势不同(图 3)。随着处理时间的延长，5 ℃、10 ℃、15 ℃和20 ℃处理组红毛菜MDA含量均呈现显著下降的变化趋势(P < 0.05)，25 ℃处理组MDA含量变化不显著(P > 0.05)。在处理时间为6 h时，5 ℃和10 ℃处理组红毛菜的MDA含量高于其他温度组，在处理时间为5 d时，25 ℃处理组MDA含量显著高于其他组(P < 0.05)。15 ℃处理组红毛菜的MDA含量在6 h和5 d均显著低于其他各组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 3 不同温度对红毛菜丙二醛含量的影响 Fig.3 Effect of different temperatures on the malondialdehyde (MDA) content of B. fuscopurpurea

如图 4所示，在15 ℃和20 ℃下红毛菜SP含量随着处理时间的延长显著升高(P < 0.05)，且在6 h和5 d时均显著高于3个温度处理组(P < 0.05)。其他3个温度处理组SP含量随时间变化不显著，且组间也没有明显差异(P > 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 4 不同温度对红毛菜可溶性蛋白含量的影响 Fig.4 Effect of different temperatures on the soluble protein content of B. fuscopurpurea

如图 5所示，5 ℃处理组红毛菜SOD活性随着处理时间的延长显著下降(P < 0.05)，其他温度处理组红毛菜SOD活性均无显著性变化(P > 0.05)。其中15 ℃和20 ℃处理组SOD活性在6 h和5 d时均显著低于其他各组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 5 不同温度对红毛菜超氧化物歧化酶活性的影响 Fig.5 Effect of different temperatures on the superoxide dismutase (SOD) activity of B. fuscopurpurea

如图 6所示，在6 h—5 d处理时间内，随着温度的升高，红毛菜APX活性呈现先下降后上升的趋势。20 ℃组红毛菜APX活性随着处理时间的延长显著下降(P < 0.05)，其他各组无显著性变化(P > 0.05)。在6 h时，15 ℃处理组红毛菜APX活性均显著低于其他各温度处理组(P < 0.05)；在5 d时，15 ℃和20 ℃处理组APX活性显著低于其他各温度处理组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 6 不同温度对红毛菜抗坏血酸过氧化物酶活性的影响 Fig.6 Effect of different temperatures on the ascorbate peroxidase (APX) activity of B. fuscopurpurea

如图 7所示，随着处理时间的延长，5 ℃和10 ℃处理组红毛菜CAT活性显著升高(P < 0.05)，20 ℃处理组红毛菜的CAT活性显著下降(P < 0.05)，15 ℃和25 ℃处理组红毛菜的CAT活性无显著性变化(P > 0.05)。到5 d时，5 ℃和10 ℃处理组红毛菜的CAT活性显著高于其他温度组。总体上，15 ℃和20 ℃下，红毛菜CAT酶活性最低。

图 1(Fig. 1)

图 7 不同温度对红毛菜过氧化氢酶活性的影响 Fig.7 Effect of different temperatures on the catalase (CAT) activity of B. fuscopurpurea

如图 8所示，随着处理时间的延长(6 h—5 d)，5 ℃处理组红毛菜GR活性显著性下降(P < 0.05)，10、15和25 ℃ GR活性显著上升(P < 0.05)，在5 d时10 ℃和25 ℃处理组红毛菜的GR活性显著高于其他各组(P < 0.05)。

图 1(Fig. 1)

图 8 不同温度对红毛菜谷胱甘肽还原酶活性的影响 Fig.8 Effect of different temperatures on the glutathione reductase (GR) activity of B. fuscopurpurea

由于红毛菜生长在潮间带区域，随着潮涨潮落经常受到极端环境的胁迫，从而影响光合作用。光合能力的强弱与光合器官PSⅡ活性及电子传递速率有关，可由叶绿素荧光参数反映(胡启瑞, 2016)。经过充足暗适应后测出的F_v/F_m反映了当时所有的PSⅡ反应中心均处于开放态时的量子产量，即植物的潜在最大光合能力，是衡量PSⅡ完整性的指标(汤文仲等, 2009)。rETR是快速光曲线测定过程中反映实际光强下的表观电子传递速率(陶菊红等, 2022; 叶子飘等, 2018)。在各种胁迫条件下，rETR_max呈现的下降趋势也表明了光合电子传递的过程受到了阻碍(梁洲瑞等, 2022)。

类囊体膜含有光合色素和电子传递链组分，是进行光反应的部位，高温可导致其结构的改变(凌晶宇等, 2016)。高温会损伤植物叶绿体的结构，造成光合色素降解，抑制光合作用(Senaratna et al, 2005)。PSⅡ的活性在高温时受到抑制，它是最热敏感的色素蛋白复合体之一。Havaux (1988)发现，高温胁迫对PSⅡ中心有瞬时钝化作用，使富含不饱和脂肪酸的类囊体膜脂降解，进一步降低光合反应速率。在高温胁迫过程中，光合磷酸化受阻会导致净光合速率下降(杨卫丽等, 2013)。梁英等(2009)研究显示，高温条件可激活海藻类囊体膜上的脂肪酶，降解细胞膜脂，钝化PSⅡ反应中心，同时导致叶绿体结构发生改变，引起叶绿素的降解。光合效率的高低直接影响藻类生长、发育和繁殖。本研究发现，总体上，15 ℃处理组在整个实验周期的F_v/F_m和rETR_max值均维持在较高的水平。但该温度下，两参数值在第3天时出现明显下降。影响红毛菜生长的因素除了温度外，还有其他诸多因素。在本研究开展前，红毛菜暂养在较大的水体中(20 L)，而进行温度胁迫实验的水体较小(3 L)，可能影响了红毛菜在较适温度(15 ℃)下的光合生理，但F_v/F_m和rETR_max在3 d时出现下降后即保持平稳状态，说明红毛菜在新的培养条件下达到了稳定状态。在高温20 ℃和25 ℃处理下，F_v/F_m与rETR_max值在6 h—1 d时显著下降，且显著低于其他各组，在1 d下降到最低值，约为0.2，说明高温使红毛菜光能转换效率降低，电子传递速率下降。但在1 d以后，高温处理下的红毛菜的F_v/F_m与rETR_max值逐渐升高，到第5天时上升到与15 ℃组相当的水平，说明红毛菜能逐渐适应高温。5 ℃和10 ℃的低温处理下，红毛菜的F_v/F_m与rETR_max值整体呈下降趋势，到第5天时，甚至低于15、20和25 ℃处理组，说明长时间的低温不利于红毛菜的光合作用。

细胞膜的稳定性与膜脂的脂肪酸饱和程度有关。在低温胁迫下，细胞膜系统的损伤可能与自由基和活性氧引起的膜脂过氧化有关，而高温条件下，植物细胞膜损伤则主要由膜脂中不饱和脂肪酸发生氧化所致，两种情况下，膜脂的氧化产物均为MDA。MDA是脂类过氧化产物之一，其含量可间接反映细胞膜受损程度(利容千等, 2002)。本研究发现，在低温(5 ℃)或高温(25 ℃)条件下，红毛菜藻体MDA含量均高于15 ℃处理组，但是在低温下，随着处理时间的延长，MDA含量显著下降，而在高温下，MDA含量一直维持相对较高的水平。说明低温和高温都使红毛菜藻体受到了不同程度的过氧化胁迫，尤其是高温。高温是红毛菜生长中不可避免的环境压力。植物在受到高温胁迫时，会产生大量的ROS，细胞遭受过氧化胁迫，此时，体内的抗氧化机制和渗透调节系统被启动以清除过多的ROS，当过量的ROS不能被及时有效地清除时，则导致膜脂过氧化，MDA含量上升(Kumar et al, 2020; Vasconcelos et al, 2021; 张元等, 2011)。Fung等(2013)发现，短时间的热激反应能导致藻机体内ROS的增加。刘泳(2004)发现，海带ROS含量随温度升高(8~15 ℃)而逐渐增多，并进一步对细胞造成一定程度的伤害。但当温度过高(28 ℃和30 ℃)时，海带和条斑紫菜的抗氧化系统均不能发挥作用，藻体损伤严重(王悠, 2003; 侯和胜等, 2008)。

藻类抗氧化系统会表现出对温度变化的敏感性，通过启动自身抗氧化系统来增加抗氧化酶活性及抗氧化物质水平，清除机体内过多自由基，以免藻细胞遭受严重过氧化损伤(张容芳等, 2011)。SOD在细胞内起到了第一道防线的作用，它可将高毒的·O₂^–歧化为低毒的H₂O₂。再由APX和CAT及GR直接或间接清除H₂O₂ (Kapoor et al, 2019)。本研究发现，红毛菜在低温(5 ℃和10 ℃)和高温(25 ℃)处理下，藻体SOD活性均显著高于适宜温度(15 ℃)处理组结果。植物在遭受高温或低温胁迫时，都可能增强SOD的表达/活性来缓解过氧化压力。如，条斑紫菜在高温和低温胁迫下，SOD基因表达量均上调(管晓伟等, 2023)。李虎(2017)研究发现，低温处理(20、17和14 ℃)下，长心卡帕藻(Kappaphycus alvarezii)体内SOD活性显著上升。Hu等(2010)发现，高温使水稻苗中SOD活性显著高于对照。

CAT可将细胞内H₂O₂分解为H₂O和O₂，从而保护细胞免受H₂O₂的氧化。实验发现，在5 ℃和10 ℃低温条件处理下，CAT活性随着处理时间的延长显著上升，而MDA含量变化趋势则相反。在低温处理5 d时，红毛菜SOD和CAT活性随着温度的降低(15 ℃、10 ℃、5 ℃)呈现先上升后下降的趋势，这与油棕幼苗(Elaeis guineensis Jacq.)(杨华庚, 2007)、大叶冬青(Ilex latifolia Thunb.)(王宁等, 2011)、秋石斛(Dendrobium spp.)(刘涛等, 2024)受低温胁迫后的SOD和CAT活性变化趋势一致。在20 ℃处理下，随着处理时间的延长，红毛菜CAT活性显著下降，SP含量显著上升，推测20 ℃的高温处理引起红毛菜热诱导蛋白的表达，在红毛菜应对高温胁迫时发挥作用，藻体的F_v/F_m和rETR_max上升到正常水平。25 ℃下，红毛菜CAT活性随时间变化不显著但始终高于适宜温度(15 ℃)处理组。

近年来，在抗氧化系统研究中，抗坏血酸–谷胱甘肽循环(AsA-GSH)在抗氧化中的作用越来越被重视，是ROS产生的主要场所(叶绿体中)，是清除H₂O₂的主要途径之一(Niu et al, 2023)，而APX酶和GR酶是该循环中的关键酶(王春微等, 2014)。APX能够清除H₂O₂，还能通过还原抗坏血酸(ascorbic acid, AsA)清除H₂O₂。GR催化氧化型谷胱甘肽(glutathiol, GSSG)还原为谷胱甘肽(glutathione, GSH)，以对抗氧化胁迫(Niu et al, 2023)。APX和GR对维持植物细胞的氧化还原平衡有重要意义，在植物抗氧化系统乃至整个生长发育过程中发挥重要作用(Grant et al, 2000)。赵云霞等(2010)发现，番茄叶片在遭受高温和低温胁迫时，APX和GR活性均显著高于对照组。高温胁迫(42 ℃，1 h)能增加玉米叶片中的GR活性(Hasanuzzaman et al, 2011)。本研究中，在高温和低温处理红毛菜6 h和5 d时，其APX活性均高于15 ℃处理组。在20 ℃和25 ℃处理6 h时，红毛菜GR活性显著高于15 ℃处理组，说明APX和GR在红毛菜应对高温和低温胁迫时均发挥了重要作用。

在5、10、15、20和25 ℃，红毛菜的F_v/F_m和rETR_max值总体上呈现随温度升高先上升后下降的趋势。在培养周期内，15 ℃组红毛菜的F_v/F_m和rETR_max均维持在较高的水平，相应地，SP含量较高，而MDA含量和SOD、CAT、APX和GR酶活性处于较低水平。20 ℃和25 ℃组在3 d内的F_v/F_m和rETR_max值显著低于其他温度组，但在第5天时上升到与15 ℃和20 ℃组间相当的水平，显著高于5 ℃和10 ℃组。早期(6 h)，MDA含量在低温下(5 ℃和10 ℃)较高，随着处理时间的延长(5 d)，MDA含量在高温组(20 ℃和25 ℃)显著上升。高温(25 ℃)和低温组(5 ℃和10 ℃)间SP含量无明显差异，但显著低于15 ℃和20 ℃组。SOD、APX、GR、CAT活性均为在低温(5 ℃和10 ℃)和高温(25 ℃)时较高，尤其在第5天时，显著高于15 ℃和20 ℃组。随着培养时间的延长(5 d)，GR活性在25 ℃和10 ℃组显著上升，CAT活性在5 ℃和10 ℃组显著上升。以上结果表明，15 ℃较适宜红毛菜的生长，但红毛菜对高温(20 ℃和25 ℃)也具有较强的适应能力，在适应温度胁迫过程，抗氧化酶SOD、APX、GR和CAT均发挥了积极作用。