细胞凋亡又称细胞程序性死亡，是机体清除冗余、衰老细胞的主要途径，对于多细胞生物的正常发育和内稳态的维持具有重要意义(Steller, 1995)。凋亡主要通过外源性死亡受体途径和内源性线粒体途径进行(Galluzzi et al, 2018)。半胱氨酸蛋白酶家族(caspase)与凋亡调控密切相关(于振兴等, 2022)，分别以启动者(initiator)和效应者(effector)的角色(Cohen, 1997)参与细胞的程序化死亡(Alenzi et al, 2010)。其中，caspase-8被认为是家族最重要的启动子，几乎能激活所有执行凋亡的caspase分子(Pasparakis et al, 2015)。研究表明，无活性的caspase-8通过其死亡结构域DED (death effector domain)与衔接蛋白FADD (Fas-associated protein with death domain)相互作用而被募集，形成二聚化的活性酶激活核心凋亡执行分子caspase-3，从而引发细胞凋亡(Nicholson, 1999; Timmer et al, 2002; Boatright et al, 2003)，表明caspase-8在细胞凋亡信号传递中发挥关键起始作用。

近年来研究发现，caspase-8基因广泛参与水生动物的免疫应答以及个体发育过程(Meier et al, 2000; 和四梅等, 2013)。仿刺参、(Miichthys miiuy)、长牡蛎(Crassostrea gigas)、皱纹盘鲍(Haliotis discus discus) caspase-8通过高水平表达响应LPS、细菌、病毒的刺激，进而触发细胞凋亡(Lee et al, 2011; 徐家超, 2016; Shao et al, 2016; 毕学一, 2019)。该基因在长牡蛎卵裂早期至囊胚期高表达(Deng et al, 2023)。caspase-8的表达在非洲爪蟾(Xenopus laevis) (Du et al, 2006)和中国大鲵(Andrias davidianus) (谈彩霞, 2021)变态时也显著增强。另外，在非洲爪蟾、玻璃海鞘(Ciona intestinalis)和文蛤(Meretrix meretrix)变态发育过程中的退化组织内检测到递增的凋亡细胞(Du et al, 2006; 王晓梅等, 2009; Krasovec et al, 2024)。

仿刺参作为药食同源的滋补佳品，深受消费者喜爱，已成为我国重要的海水养殖品种(Liu et al, 2020)。变态是仿刺参等许多海洋无脊椎动物生长发育的关键阶段(Degnan et al, 2010)。在浮游型转变为底栖型的变态过程中，幼体的形态结构、食性以及生活方式会发生重大改变(Balseiro et al, 2013)。变态能否完成不仅直接影响种群结构，还与仿刺参等经济种类幼苗产量关系密切(Degnan et al, 2010)，因此受到广泛关注。现有文献主要描述了变态期幼体形态和内部结构的变化(Dolmatov et al, 2018)，如球状体的形成、纤毛脱落和消失(严俊贤等, 2012)，分析了KCl (韦秀梅等, 2015)、附着基(Dong et al, 2010; 王吉桥等, 2016)等物化因子对变态率的影响，而从凋亡相关基因方面开展幼体变态发育机理的研究则较为欠缺。本研究基于仿刺参基因组中caspase-8序列信息，利用RACE技术克隆其cDNA全长，分析其序列进化特征，检测该基因在仿刺参主要组织及胚胎发育阶段的相对表达量，分别通过TUNEL方法和整体原位杂交技术展示变态期幼虫的凋亡情况和基因表达定位，以期为查明caspase-8介导的细胞凋亡在海参类变态过程中的调控作用奠定基础。

实验用仿刺参从受精卵开始的各发育期胚胎取自大连皮口新玉麟海洋珍品公司。根据仿刺参个体早期发育规律(马得友等, 2022)，依序采集受精卵期、8细胞期、16细胞期、64细胞期、256细胞期、囊胚期、原肠胚期、小耳幼体期、大耳幼体后期、樽形幼体期和稚体期的活体样品，置于液氮中保存。用合适网目的筛绢分别收集大耳幼体、樽形幼体以及稚参，MgCl₂溶液麻醉幼虫后，用4%多聚甲醛固定，置于–20 ℃冰箱保存，用于后续原位杂交和TUNEL实验。

性成熟刺参采自大连蚂蚁岛海域，在冰上解剖，收集体腔细胞、肠、呼吸树、肌肉、雄性性腺、管足和体壁，置于液氮中保存。收集完成后，分别将浸没在液氮中的胚胎和组织通过存储罐运回实验室，随后转入–80 ℃超低温冰箱中备用。

使用TransZol up plus RNA kit (全式金，中国)分别提取受精卵至稚体阶段胚胎样本以及成体组织中的总RNA。经SimpliNano微量核酸分析仪(Biochrom，英国)检测RNA的浓度和纯度，利用琼脂糖凝胶电泳检测RNA的完整性。质量合格的总RNA通过PrimerScript^TM RT reagent kit (TaKaRa, 日本)反转录为cDNA。在10 μL反应体系中依次加入 < 500 ng RNA、2 μL 5× Prime Script Buffer、2 μL PrimeScript^RT Enzyme Mix、0.5 μL Oligo dT Primer、0.5 μL Random 6 mers，RNase free dH₂O补齐。在PCR仪(LightCycler^® 96, Roche)上按照37 ℃ 15 min、85 ℃ 5 s的条件合成。按照SMARTer^® RACE cDNA amplification kit (TaKaRa, 日本)操作手册，以呼吸树总RNA为模板，分别合成5′RACE和3′RACE cDNA第一链，用于刺参caspase-8基因克隆。所有cDNA于–20 ℃保存，用于后续实验。

通过Primer Premier 5.0软件设计用于Ajcaspase-8基因RACE克隆、定量表达以及原位杂交的引物(表 1)。使用10 μL PCR扩增体系克隆基因核心片段，含有1 μL Buffer Ⅰ、0.2 μL Long-Taq酶、0.8 μL dNTP、0.4 μL Casp8-F、0.4 μL Casp8-R、0.5 μL cDNA和6.7 μL ddH₂O。PCR扩增条件：94 ℃ 3 min；94 ℃ 30 s，55 ℃ 30 s，72 ℃ 1 min，30个循环；72 ℃延伸5 min。琼脂糖凝胶电泳分离出目的产物，通过TIANgel Midi胶回收试剂盒(天根)回收纯化。将纯化产物连接到pMD-18T载体，转入DH5α感受态细胞(全式金)，摇床震荡1 h后均匀涂布在LB培养基平板上，于37 ℃倒置过夜培养后挑选阳性克隆送测。

表 1(Tab.1)

表 1 本研究中引物相关信息 Tab.1 Information of primers used in this study 引物Primer 序列Sequence (5′~3′) 目的Purpose Casp8-F1 GCAGACCGTGTAAAAGATGG 核心片段克隆Core fragment cloning Casp8-R1 CTTCAACAGCTGTGCACACC 核心片段克隆Core fragment cloning qCasp8-F CGGAGATGGACAGGCGTTCT RT-qPCR qCasp8-R AGCCGATACCGTCCTTGTGG RT-qPCR CYTB-F TGAGCCGCAACAGTAATC RT-qPCR CYTB-R AAGGGAAAAGGAAGTGAAAG RT-qPCR 5′Casp8-1 AATCCACCTGTTTTCCTGCTTG 5′RACE 5′Casp8-2 ATGGCTCAGTTTGCCCTGGCTTGCG 5′RACE 3′Casp8-1 GAAAGGATGGGATACCTGTAGAGTTG 3′RACE 3′Casp8-2 CCTGTCCAAGTATCCCGACTGCGAG 3′RACE Casp8-F Casp8-R TGGGATACCTGTAGAGTT CACACCACATCAGTTCTC 原位杂交in situ hybridization 原位杂交in situ hybridization Casp8-TZ-F TAATACGACTCACTATAGGCTGGGATACCTGTAGAGTT 原位杂交in situ hybridization Casp8-TZ-R TAATACGACTCACTATAGGCCACACCACATCAGTTCTC 原位杂交in situ hybridization 注：粗体标记为T7启动子序列。 Note: Bold font indicated the T7 promoter sequence.

表 1 本研究中引物相关信息 Tab.1 Information of primers used in this study

基于测出的开放阅读框设计RACE克隆引物，按照两步法分别进行caspase-8基因5′端和3′端的特异扩增。5′RACE第1次PCR体系(10 μL)包括1 μL 10×Buffer Ⅰ、0.2 μL Long-Taq酶、0.8 μL dNTP Mixture、0.4 μL Long引物、0.4 μL 5′Casp8-1 (10 mmol/L)、0.5 μL cDNA和6.7 μL ddH₂O。5′RACE第2次PCR扩增体系(10 μL)包括1 μL 10×Buffer Ⅰ、0.2 μL Long-Taq酶、0.8 μL dNTP Mixture、0.4 μL Short引物、0.4 μL 5′Casp8-2(10 mmol/L)、0.5 μL稀释10倍第一步反应扩增的cDNA和6.7 μL ddH₂O。PCR扩增条件：94 ℃预变性3 min；94 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸1 min，30个循环；72 ℃延伸5 min。3′RACE扩增反应体系及条件与5′RACE相似，RACE扩增产物的转化和测序同基因核心片段。

利用NCBI的ORF-Finder (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/orffinder/)预测caspase-8基因全长cDNA包含的开放阅读框；使用DNAMAN 8.0软件推导出其编码的氨基酸序列，通过ExPASy Protparam和SMART (http://smart.embl-heidelberg.de/)依次分析其蛋白的理化性质和结构域；采用SignalP-5.0 (https://services.healthtech.dtu.dk/)预测蛋白的信号肽及糖基化位点；通过SOPMA在线软件和SWISS-MODEL (http://www.swissmodel.expasy.org/)分别模拟蛋白二级结构和三级结构；利用ClustalW (http://www.ebi.ac.uk/Tools/msa/clustalW2/)进行多物种caspase-8氨基酸序列比对，基于邻近法(neighbor-joining)借助MEGA 7.0软件构建系统发生树。

根据克隆出的cDNA全长序列设计RT-qPCR引物，以CYTB为内参基因，分别在刺参组织和胚胎发育阶段检测Ajcaspase-8基因的表达水平。根据TransStart Top Green qPCR Super Mix试剂盒(全式金)操作手册配制反应体系：Super Mix 10 μL，cDNA 2 μL，上、下游引物各0.4 μL，ddH₂O 7.2 μL，共20 μL。在LightCycler^® 96 (Roche) PCR仪上，94 ℃预变性30 s，94 ℃循环变性5 s、60 ℃退火复性30 s，扩增45个循环。实验设置3个生物学和3个技术重复。使用2^–ΔΔCt方法计算Ajcaspase-8基因的相对表达量。

从多聚甲醛固定的耳状幼体、樽形幼体、稚参中挑选形态完整的样品，经过无水乙醇、二甲苯梯度脱水制备组织包埋块，使用莱卡切片机制成5~7 μm石蜡切片。将组织切片经二甲苯、无水乙醇梯度脱蜡，蒸馏水洗2次后进行TUNEL染色实验。染色前，先用蛋白酶K工作液覆盖玻片上的幼体，于37 ℃孵育22 min进行修复；再将玻片浸入PBS中于摇床晃动洗涤3次，每次5 min，轻微甩干。随后滴加0.1% triton工作液(按原液∶PBS=1∶1 000配制)对幼体进行破膜，常温下孵育20 min；再将玻片浸入PBS中于摇床洗涤3次，每次5 min，轻微甩干。染色时，先用buffer孵育幼体切片10 min，再滴加提前配好的DNA标记液(TDT酶、dUTP、buffer按1∶5∶50比例配制)覆盖，接着将玻片置于37 ℃湿盒内孵育1 h，用PBS洗涤3次，每次5 min；去除PBS后，滴加DAPI染液覆盖幼体，室温避光孵育10 min。染色完成后，将玻片没入PBS中置于脱色摇床晃动洗涤3次，每次5 min，轻微甩干；最后用抗荧光淬灭封片剂封片，置于荧光显微镜下观察并采集图像。

按照T7 RNA Polymerase (Roche, 10881767001)及DIG RNA labeling mix (Roche, 11277073910)试剂盒的操作步骤，制备Ajcaspase-8基因的RNA探针。首先在RNase-free离心管中配制PCR体系20 μL (DNA模版200 ng，DIG RNA Labeling Mix10× 2 μL，Transcription buffer10× 2 μL，RNA polymerase T7 2 μL，用ddH₂O补足)，混匀后37 ℃反应2 h；再加入2 μL DNaseⅠ 37 ℃反应15 min，消化剩余DNA；添加2 μL 0.2 mol/L EDTA终止消化后，加入2.5 μL预冷的4 mol/L LiCl和75 μL无水乙醇，–20 ℃沉淀过夜；翌日于超速离心机中4 ℃条件下13 000×g离心15 min，用50 μL预冷的70%乙醇洗涤2次，再经13 000×g离心5 min，弃上清液；自然风干管内沉淀后，加入20 μL ddH₂O溶解，于–80 ℃保存备用。幼体变态期间Ajcaspase-8基因的整体胚胎原位杂交具体操作按照本实验室优化的方法进行(于莲莲, 2022)。

利用RACE技术克隆获得的Ajcaspase-8基因cDNA序列全长为2 790 bp，5′和3′非编码区分别为258 bp和516 bp，开放阅读框为2 016 bp，可编码671个氨基酸；预测蛋白相对分子质量为75.7 kDa，理论等电点为6.19。在推导出的Ajcaspase-8氨基酸序列中含有P20和P10两个亚基，前者Gln⁵⁶~Pro¹³⁶序列为DED结构域(图 1)，Ser³⁹⁸~Lys⁶⁴⁷序列为家族特有的CASc结构域(图 2)，内含保守五肽序列QACXG，其中X为R、Q或D。

图 1(Fig. 1)

图 1 Ajcaspase-8基因cDNA序列及其推导的氨基酸序列 Fig.1 Sequences of cDNA and deduced amino acids of Ajcaspase-8 gene 粗体为起始和终止密码子；单下划线为DED结构域；阴影部分加下划线分别为P20和P10结构域；实线方框为保守氨基酸。 The bold fonts represent the start and stop codon; the DED domain is shown in single underline; the shaded and underlined parts are P20 and P10 domain profiles, respectively; the solid box represents conserved amino acids.

图 1(Fig. 1)

图 2 Ajcaspase-8蛋白结构域预测 Fig.2 Domain prediction of Ajcaspase-8 protein

在NCBI数据库中收集已公布的caspase-8氨基酸序列(表 2)，构建了NJ系统进化树。结果显示，caspase-8分化为脊椎动物与无脊椎动物两簇，表现出明显的进化差异；Ajcaspase-8先与近缘物种玉足海参(Holothuria leucospilota) caspase-8 (ATE86972.1)聚为一支，再与仿刺参caspase-8 (PIK62349.1)聚为一簇，这表明刺参caspase-8可能存在旁系进化；Ajcaspase-8与青鳉(Oryzias latipes)的进化距离近于长牡蛎、加州贻贝(Mytilus californianus)、中华绒螯蟹(Eriocheir sinensis)等无脊椎动物(图 3)。

表 2(Tab.2)

表 2 Ajcaspase-8氨基酸序列多重比对和系统进化树所用的物种信息 Tab.2 Species used in multiple alignment and evolutionary tree construction of Ajcaspase-8 物种Species 登录号Accession No. 人Homo sapiens KAI4037614.1 小鼠Mus musculus CAA07677.1 鸡Gallus gallus AAL23700.1 非洲爪蟾Xenopus laevis NP_001079034.1 虹鳟Oncorhynchus mykiss CCE39579.1 青鳉Oryzias latipes NP_001098258 斑马鱼Danio rerio NP_571585.2 中华绒螯蟹Eriocheir sinensis AKS36884.1 长牡蛎Crassostrea gigas XP_034301971.1 加州贻贝Mytilus californianus ADB80147.1 杂色鲍Haliotis diversicolor QHY92978.1 仿刺参Apostichopus japonicus PIK62349.1 玉足海参Holothuria leucospilota ATE86972.1

表 2 Ajcaspase-8氨基酸序列多重比对和系统进化树所用的物种信息 Tab.2 Species used in multiple alignment and evolutionary tree construction of Ajcaspase-8

图 1(Fig. 1)

图 3 不同物种caspase-8蛋白的系统进化分析 Fig.3 Phylogenetic analysis of caspase-8 proteins from various organisms

RT-qPCR定量分析结果显示，Ajcaspase-8基因在成参的管足、呼吸树、肠和体壁等7个组织中均有表达，但表达水平存在差异。其中，在性腺中的表达显著低于其他组织(P < 0.05)，在纵肌、管足、呼吸树、肠中的表达量依次升高，在体腔细胞中表达量最高(图 4)。

图 1(Fig. 1)

图 4 Ajcaspase-8基因在刺参不同组织中的相对表达量 Fig.4 Relative expression levels of Ajcaspase-8 in different tissues of adult A. japonicus 标有不同字母者表示组间有显著性差异(P < 0.05)，标有相同字母者表示组间无显著性差异(P > 0.05)；下同。 The different letters between groups indicated significant differences at the 0.05 probability level, and the same letters indicated non-significant differences; the same below.

在受精卵到稚体的发育过程中，均检测到Ajcaspase-8基因的表达。其在大耳幼体中的表达与受精卵持平，显著高于8细胞期到小耳幼体期胚胎中的表达水平(P < 0.05)。当发育到樽形幼体时，Ajcaspase-8表达达到峰值(P < 0.05)，在变态附着的稚参中表达仅低于前者而显著高于其他发育阶段(P < 0.05)，分别为变态前大耳幼体的3.37倍和2.62倍(图 5)。

图 1(Fig. 1)

图 5 Ajcaspase-8基因在刺参不同发育时期的相对表达量 Fig.5 Relative expression levels of Ajcaspases-8 gene in different developmental stages of A. japonicus larvae

利用整体原位杂交技术对Ajcaspase-8基因在大耳幼体、樽形幼体及稚参中的表达进行定位。结果显示，与对照相比，在大耳幼体阶段，探针阳性信号仅在胃部出现，在樽形幼体中聚集于球状体附近，到稚参阶段时进一步增大，集中在肠的第一降段，表明在变态发育过程中，Ajcaspase-8基因在幼体内的表达强度和范围逐渐累进(图 6)。

图 1(Fig. 1)

图 6 Ajcaspase-8基因的表达在刺参变态发育幼体中的原位杂交定位 Fig.6 Location in situ hybridization of Ajcaspase-8 expression during metamorphosis of A. japonicus larvae A/A′：后期大耳幼体；B/B′：樽形幼体；C/C′：稚参；上图为实验组，下图为空白对照组。ST：胃；HS：球状体；FD：肠第一降段。 A/A′: Late-stage auricularia; B/B′: Doliolaria; C/C′: Juvenile. The above and below were the experimental and the blank groups, respectively. ST: Stomach; HS: Hyaline sphere; FD: First descending segment of intestine.

TUNEL染色结果显示，与后期大耳幼体相比，在樽形幼体中凋亡信号(红色荧光标记)开始散点状显现，在稚参内明显加强并集中，提示仿刺参幼虫体内的凋亡作用随着变态进程逐渐增强(图 7)。

图 1(Fig. 1)

图 7 仿刺参变态期幼体细胞凋亡TUNEL染色显示 Fig.7 Visualization of apoptotic cells in A. japonicus larvae during metamorphosis through TUNEL staining A：后期大耳幼体；B：樽形幼体；C：稚参。蓝色荧光：DAPI细胞核染色；红色荧光：凋亡细胞显色。 A: Late-stage auricularia; B: Doliolaria; C: Juvenile. Blue fluorescence: DAPI nuclear staining; Red fluorescence: Labelled apoptotic cells.

caspase家族进化上高度保守，包括Ajcaspase-8在内的所有成员几乎都包含半胱氨酸活性位点五肽基序QACQG和CASc催化结构域(Xiang et al, 2013)。caspase-8被认为是最重要的细胞凋亡途径的启动者(Crowder et al, 2012)，其DED结构域是募集FADD等接头蛋白传递死亡信号的关键元件(Zhao et al, 2020)。Ajcaspase-8蛋白N-末端含有DED结构域，这与皱纹盘鲍(Lee et al, 2011)和香港牡蛎(Crassostrea hongkongensis)(Xiang et al, 2013)等无脊椎动物相似。但Ajcaspase-8与青鳉、虹鳟(Oncorhynchus mykiss)的遗传距离较贻贝、牡蛎等贝类更近，反映了刺参较高的进化等级。FADD通过募集caspase前体从而转导死亡信号，相关研究已证实其在刺参中具有促进细胞凋亡的功能(Zhao et al, 2020)。大亚基P20和小亚基P10形成异二聚体是被募集的caspase前体转变为有活性caspase的关键一步(邬皓晨等, 2011)。Ajcaspase-8含有DED结构域以及P20、P10，表明其具备了启动FADD转导的外源性细胞凋亡功能的分子基础。

在细菌和病毒等病原刺激下，机体会以增强caspase-8等基因表达的方式做出响应，这在欧鲈(Dicentrarchus labrax)脾(Reis et al, 2010)、日本对虾(Penaeus japonicus)血淋巴(Wang et al, 2008)的研究中得到证实。体腔细胞是仿刺参等棘皮动物免疫功能的基础，具有吞噬、包囊入侵病原以及产生免疫活性分子等功能(张峰, 2005; 赵岩峰等, 2025)。Shao等(2016)使用灿烂弧菌(Vibrio splendidus)攻击后，发现caspase-8同源基因在体腔细胞中的转录水平显著升高(P < 0.05)；还发现管足中保持活跃的基因转录，可能是由于该组织易受环境中病原微生物的侵扰而造成的。本研究中Ajcaspase-8基因在体腔细胞和管足的表达量显著高于其他组织，再次提示Ajcaspase-8可能在刺参机体的免疫防御中发挥重要作用。

Ajcaspase-8在仿刺参整个卵裂阶段持续表达，这与在长牡蛎中的发现(Deng et al, 2023)相似。caspase介导的细胞凋亡参与了紫海胆(strongylocentrotus purpuratus)原肠作用(Thurber et al, 2007)。由此推测，caspase-8可能是棘皮动物胚胎发育的重要功能分子。当发育到耳状、樽形幼体期caspase-8表达水平显著升高(P < 0.05)，说明对维持机体的稳态平衡具有重要意义。而在稚参时期呈降低趋势。绝大多数浮游幼体转为底栖生活时，不仅其食性迥异，形态也会发生显著的重构(Li et al, 2019; Wang et al, 2023)。球状体是出现在仿刺参耳状幼体的重要结构，在变态为樽形幼体后会逐渐退化消失(王怀洪等, 2017)；在樽形幼体后期，其纤毛环被破坏，消失于五触手幼体表面(Dolmatov et al, 2018)。研究发现，抑制caspase-8活性会明显阻滞玻璃海鞘变态幼体的尾部退化(Krasovec et al, 2024)，凋亡事件普遍出现在海胆(Paracentrotus lividus)变态幼体的纤毛带、肠等组织(Roccheri et al, 2002)。在刺参樽形幼体中，Ajcaspase-8表达的显著升高和凋亡活动的增强暗示了caspase-8介导的细胞凋亡可能是棘皮动物清除冗余组织，实现幼体顺利变态的重要方式。当机体转为营底栖生活的稚参后，开始摄食底质环境中的有机颗粒，导致胃肠等消化组织易受病菌侵扰，因此，稚参可能需要像成体一样(Lee et al, 2011)，通过维持caspase-8基因高转录水平以及增强细胞凋亡的方式进行免疫防御，表现为Ajcaspase-8在其肠内集中表达(图 6C)，凋亡细胞数量明显增多(图 7C)。

Ajcaspase-8基因cDNA全长为2 790 bp，其编码蛋白包含671个氨基酸，具有五肽基序QACQG、CASc结构域等家族保守特征，还有1个死亡结构域DED以及P20、P10大小亚基，表明Ajcaspase-8具备了行使凋亡启动子功能的分子基础。

Ajcaspase-8在成体刺参各组织中均有表达，其在体腔细胞和管足的表达显著高于其他组织(P < 0.05)；刺参受精卵到原肠胚的胚胎发育过程中，Ajcaspase-8进行低水平持家型表达，其表达量从大耳幼体后期开始显著升高，在樽形幼体中到达最高(P < 0.05)，到稚参期时次高，显著高于除樽形幼体外的其他发育期(P < 0.05)，表明Ajcaspase-8基因可能在刺参免疫防御和维持变态幼体内环境稳定方面发挥重要作用。

TUNEL染色展现出在大耳幼体转变为樽形幼体、稚参的时序变态过程中，凋亡细胞的数量逐渐增加；整体原位杂交定位Ajcaspase-8基因探针阳性信号仅在大耳幼体胃部显现，接着集中到樽形幼体球状体附近，在稚参中明显加强并集中于肠组织，表明Ajcaspase-8介导的细胞凋亡可能是刺参幼虫变态过程中清除冗余组织、重构机体形态的重要途径。